细胞转染，是指将外源基因导入细胞内的一种技术。根据哺乳动物细胞蛋白表达流程，细胞培养完成后需进行细胞转染，根据不同的实验目的选择不同的转染方法。目前，常用的细胞转染方法主要分为三类途径：物理介导（电穿孔法，基因枪法、显微注射法）、化学介导（脂质体转染法、磷酸钙共沉淀法、阳离子聚合物介导法）、生物介导（病毒介导转染、原生质体转染）。

理想细胞转染方法，应该具有转染效率高、细胞毒性小等优点。目前实验室常用的转染方法有脂质体转染，阳离子聚合物转染和病毒转染，不同的转染方法各有利弊，针对细胞的习性和不同的实验目的可选择相对合适的转染方法。

一般来说，原代细胞转染难度是比较大的，虽然众所周知，原代细胞研究具有非常重要的生物学意义，但是转染效率低下一直是制约其发展的主要因素。

本文我们主要介绍一种常用的适用于原代细胞的转染方法：脂质体介导转染法。

---阳离子脂质体表面带正电荷，能与核酸的磷酸根通过静电作用，将DNA分子包裹入内，形成DNA脂复合物，也能被表面带负电的细胞膜吸附，再通过融合或细胞内吞进入细胞。脂质体转染适用于把DNA转染入悬浮或贴壁培养细胞中，其转染率较高，优于磷酸钙法。由于脂质体对细胞有一定的毒性，所以转染时间一般不超过24小时。

常用的脂质体主要有两种，Lipofectin和Lipofectamine。前者是一种阳离子脂质试剂，可与靶DNA的磷酸骨架结合形成复合物，该复合物能轻易通过细胞膜从而完成转染过程。Lipofectin可用于转染DNA、RNA和寡核苷酸至各种动物细胞，并可将DNA导入植物原生质体。Lipofectamine是一种多阳离子转染试剂，其头部具独特的精胺基团，该基团的强负电子性使Lipofectamine具有较强的转染能力。

实验步骤

(一)贴壁细胞稳定表达的转染

1. 在六孔板或35mm培养皿中接种2ml(完全培养基)约1.3×105细胞。

2. 37℃、5％CO2条件下培养细胞至50-80％丰度。

3. 在两个1.5ml离心管中准备如下溶液：

溶液A：溶1-2 μg DNA于100μl无血清培养基中

溶液B：溶2-25μl脂质体(GIBCO BRL：LIPOFECTAMINETM Reagent)于100μl无血清培养基中

4. 将上述A、B两液混合，室温下放置15-45分钟。此时可将细胞用2ml无血清培养基漂洗1-2遍。

5. 混合的A、B两液中加入0.8ml无血清培养基，混匀，平铺在漂洗过的细胞上。如果细胞对无血清耐受能力差，这一步可加入血清。但是在转染过程中不要加入抗生素(antibiotic)。

6．37℃、5％CO2条件下培养2-24小时。

7. 加入lml培养基(含两倍于正常浓度的血清)。若血清已加入，这一步可加入lml正常的完全培养基。

8. 在转染后的18-24小时换入新鲜的完全培养基。

9．根据细胞类型及启动子的活性，在24-72小时可对基因的表达活性进行分析。

10. 在转染后的18-24小时，可将细胞按1:10传入选择培养基中进行筛选。

(二)瞬时转染

1. 用无血清、无抗生素(antibiotic)的培养基漂洗细胞1-2遍。

2．在六孔板或35mm培养皿中接种0.8ml(无血清培养基)约2-3×106细胞。

3. 在两个1.5ml离心管中准备如下溶液：

溶液A：溶1-2μgDNA于100μl无血清培养基中

溶液B：溶2-25μl脂质体(GIBCO BRL：LIPOFECTAMINETM Reagent)无血清培养基中

4．将上述A、B两液混合，室温下放置15-45分钟。

5．将混合液加入细胞悬液中，混匀，37℃、5％CO2条件下培养2-24小时。

6．加入4ml完全培养基，37℃、5％CO2培养24-72小时．

7．倒掉培养基，蓝光激发下观察绿色荧光。

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